提起顯微操縱器，只想到膜片鉗實驗中夾持玻璃微電極的作用？不不不，現在RWD MM-500電動顯微操縱器能提供的遠不止于此。下面將詳細介紹微操在膜片鉗、顯微注射、其他等方面的應用。

膜片鉗實驗 

作用方式： 通過移動夾持在放大器探頭上的玻璃微電極，根據選擇的記錄模式（細胞貼附式、全細胞模式等），完成微電極與細胞膜的緊密封接，記錄細胞膜上的微弱信號。

MM-500電動顯微操縱器性能穩定、功能豐富、體積小巧、智能簡便，是您膜片鉗實驗的得力小助手~

作用場景：

離子通道疾病研究 [1]；

離子通道功能研究 [2]；

活性藥物篩選研究 [3]；

藥物作用機制研究 [4]；

……

【1】離子通道疾病的主要類型。 

【2】膜片鉗實驗測量離子通道活性，以乙酰膽堿敏感鉀通道 (IK.ACh) 為例。

【3】使用在體傳統方式和離體新型方式的心臟藥物篩選對比。新型藥物篩選方式利用人源性多能干細胞衍生的心肌細胞，暴露于心臟活性藥物后通常使用膜片鉗實驗和微電極陣列 (MEA) 測量動作電位持續時間、場電位持續時間等。

【4】使用膜片鉗實驗對離體細胞進行不同藥物作用機制研究。

 顯微注射實驗 

一、MM-500 電動顯微操縱器& R480玻璃微電極注射泵

作用方式： 通過移動夾持在R480 玻璃微電極注射泵上的玻璃微電極進行納升級定量定速的注射或抽吸。

MM-500電動顯微操縱器可搭配R480玻璃微電極注射泵進行納升級顯微注射實驗，以恒定速度和位移穩定移動玻璃微電極，夾持角度隨意調節。便捷易用，省心省力~

作用場景：

爪蟾卵母細胞的RNA顯微注射 [5]；

斑馬魚胚胎顯微注射 [6]；

昆蟲及原生動物卵細胞、幼體等注射（如果蠅 [7]、線蟲 [8]等）；

哺乳動物細胞的顯微注射 [9]；

……

【5】注射DNA和RNA到非洲爪蟾卵母細胞。首先，將pAnap注入非洲爪蟾卵母細胞核(1)。6-24h后，將Anap和通道RNA共同植入植物極(2)。

【6】斑馬魚胚胎的顯微注射。

a、顯微注射所需設備。

b、最近受精的卵。顯示了單細胞階段胚胎的早期（左）和晚期（右）階段。

c、顯微注射板：帶有V形凹槽的亞克力板，用于容納胚胎。

d、單細胞期胚胎排列在凹槽中進行顯微注射。

e、通過使用玻璃微電極穿過絨毛膜并穿透卵裂球，將DNA注射到胚胎中。

【7】通過注射氯膦酸鹽脂質體來消耗黑腹果蠅和埃及伊蚊的吞噬免疫細胞。

【8】用于線蟲RNA干擾的dsRNA的不同給藥模式。通過浸泡或喂養表達dsRNA細菌的方式使dsRNA進入線蟲體內。注入體腔后信號可進行全身傳播。注入雌性的性腺中可以傳遞給下一代，而無論系統傳播如何。

【9】通過顯微注射技術并使用CRISPR/Cas9生成基因修飾小鼠。用玻璃微注射針將gRNA和Cas9蛋白注射到小鼠胚胎的雄性原核中。在生成敲入小鼠時，DNA供體也被注射到原核中。第二天在2細胞階段發育的胚胎被轉移到假孕雌性小鼠的輸卵管中，18-20天后，F0小鼠出生。

二、MM-500 電動顯微操縱器& KDS Legato 130微量注射泵

作用方式： 通過移動夾持在KDS微量注射泵上的注射針進行微升級定量定速的注射或抽吸。

MM-500電動顯微操縱器可搭配KDS Legato 130微量注射泵進行微升級顯微注射實驗，夾持的范圍廣，穩定性高，夾持角度隨意調節，是您注射實驗的不二選擇~

作用場景：

微量注射給藥；

顱內病毒、示蹤劑注射 [10]；

眼球注射 [11]；

……

【10】AAV1/GFP載體腦定向注射到海馬區域(CA3)。

【11】新生大鼠左眼，顯示了大致的注射角度和外赤道的位置。

 其他應用 

作用方式： 通過移動夾持物可對不同材料進行壓力測試等。

作用場景：

水凝膠的微尺度彈性模量測試 [12]；

豬籠草口緣區仿生材料性能測試 [13]；

……

【12】(A)和(B)實驗裝置示意圖（不按比例）。帶有球形探針的原子力顯微鏡懸臂被壓入彈性基板中。隨著基板向上移動距離z，懸臂彎曲距離d，基板縮進距離δ；(C)使用熒光顯微鏡顯示了微操連接探針上熒光三聚氰胺珠；(D)探針的俯視和側視顯微圖示。

【13】豬籠草唇表面定向水運的原位光學觀察。

a、豬籠草捕蟲籠的光學圖像，顯示了明顯的捕食者唇（左）以及唇的橫截面圖像（右）。長10-15厘米，唇在其上緣。唇呈拱形，由內向外相距約1-2厘米。

b、用微注射器將水滴（與藍色墨水混合）滴在唇上；這種液滴可以克服重力在幾秒鐘內從內側定向輸送到外側（不是相反方向）。紅色箭頭表示水運方向。

【參考文獻】

[1] https://sophion.com/applications/other/

[2] MJ Ackerman et al. Ion channels–basic science and clinical disease [J]. New England Journal of Medicine, 1997, 336(22): 1575-1586.

[3] NM Mordwinkin et al. A review of human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes for high-throughput drug discovery, cardiotoxicity screening, and publication standards [J]. Journal of Cardiovascular Translational Research, 2013, 6: 22-30.

[4] http://english.simm.cas.cn/rp/201111/t20111121_79138.html

[5] Kalstrup, T., Blunck, R. Voltage-clamp fluorometry in Xenopus oocytes using fluorescent unnatural amino acids [J]. Journal of Visualized Experiments, 2017, 123: e55598.

[6] Miyasaka N.,Wakisaka N.,Yoshihara Y.Genetic mosaic labeling and immunofluorescence techniques in zebrafish brain [M]. Immunocytochemistry and Related Techniques, 2015, 101: 81-92.

[7] Ramesh Kumar J, Smith JP, Kwon H and Smith RC. Use of clodronate liposomes to deplete phagocytic immune cells in drosophila melanogaster and aedes aegypti [J]. Frontiers in Cell and Developmental Biology, 2021, 9: 627976.

[8] Félix, MA. RNA interference in nematodes and the chance that favored Sydney Brenner [J]. Journal of Biology, 2008, 7: 34.

[9] Nishizono H, Yasuda R and Laviv T. Methodologies and challenges for CRISPR/Cas9 mediated genome editing of the mammalian brain [J]. Frontiers in Genome Editing, 2020, 2: 602970.

[10] Koichi Miyake, Noriko Miyake and Takashi Shimada. Gene delivery into the central nervous system (CNS) using AAV vectors [J]. 2015，26：49417.

[11] Corson TW, et al. Multimodality imaging methods for assessing retinoblastoma orthotopic xenograft growth and development [J]. PLoS ONE, 2014, 9(6): e99036.

[12] Chad D. Markert, et al. Characterizing the micro-scale elastic modulus of hydrogels for use in regenerative medicine [J]. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials, 2013, 27: 115-127.

[13] Chen, H, et al. Continuous directional water transport on the peristome surface of Nepenthes alata [J]. Nature, 2016, 532: 85–89.